El trauma social compromete el circuito del tabique lateral para ocluir la recompensa social

May 26, 2023

Nature, volumen 613, páginas 696–703 (2023)Citar este artículo

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En los humanos, las experiencias sociales traumáticas pueden contribuir a los trastornos psiquiátricos1. Se sugiere que el trauma social afecta la función de recompensa del cerebro de tal manera que el comportamiento social ya no es gratificante, lo que lleva a una evitación social severa2,3. En roedores, el modelo de estrés por derrota social crónica (CSDS, por sus siglas en inglés) se ha utilizado para comprender la neurobiología subyacente a la susceptibilidad al estrés frente a la resiliencia después de un trauma social, aunque se sabe poco sobre su impacto en la recompensa social4,5. Aquí mostramos que, después de CSDS, un subconjunto de ratones machos y hembras, denominados susceptibles (SUS), evitan la interacción social con ratones juveniles C57BL/6J no agresivos del mismo sexo y no desarrollan una recompensa social dependiente del contexto después de encuentros con a ellos. Los estresores no sociales no tienen efecto sobre la recompensa social en ninguno de los dos sexos. A continuación, mediante el mapeo de Fos de todo el cerebro, imágenes de Ca2+ in vivo y registros de células completas, identificamos una población de neuronas de neurotensina del tabique lateral (NTLS) sensibles al estrés/amenazas que son activadas por interacciones sociales juveniles solo en ratones SUS, pero no en ratones de control resilientes o no estresados. La manipulación optogenética o quimiogenética de las neuronas NTLS y sus conexiones posteriores modula la interacción social y la recompensa social. Juntos, estos datos sugieren que los objetivos sociales previamente gratificantes posiblemente se perciban como amenazas sociales en los ratones SUS, como resultado de las neuronas NTLS hiperactivas que ocluyen el procesamiento de la recompensa social.

La evitación social se manifiesta a través de una serie de enfermedades psiquiátricas, con causas que van desde el desinterés en el contacto social6 hasta los estados emocionales negativos provocados por los encuentros sociales7. Si bien las causas de la evitación social son diversas8, el trauma social pasado puede dar lugar a una evitación social grave que se cree que refleja una recompensa social reducida2,9. A pesar de una profunda comprensión clínica del trauma social y sus efectos resultantes sobre el comportamiento social, sabemos muy poco sobre los circuitos neuronales subyacentes involucrados. Los modelos preclínicos de trauma social, como el estrés por derrota social crónica (CSDS, por sus siglas en inglés), se han utilizado para comprender mejor los mecanismos del circuito neuronal que controlan el comportamiento emocional4,5,10. CSDS reduce los comportamientos exploratorios y la preferencia por recompensas naturales como la sacarosa, y da como resultado una evitación social severa interpretada como anhedonia social5,10. Sin embargo, estudios anteriores de CSDS evaluaron la interacción social con un ratón CD-1 adulto, similar a los utilizados como agresores para inducir el trauma social. La evitación social en estas circunstancias probablemente refleja miedo o un comportamiento sumiso más que una recompensa social deteriorada.

Para comprender mejor si los déficits de recompensa social son inducidos por CSDS, evaluamos el comportamiento social probando la interacción social y la preferencia de lugar social condicionada (sCPP) con un ratón C57BL / 6J juvenil no amenazante del mismo sexo que, bajo condiciones de control, es gratificante . CSDS, pero no los estresores crónicos no sociales como el estrés variable crónico (CVS), bloquea la recompensa social en un subconjunto de ratones denominados susceptibles (SUS). A continuación, empleamos un enfoque basado en circuitos para comprender mejor los mecanismos por los cuales la experiencia social traumática previa con un agresor adulto masculino afecta el procesamiento posterior de la recompensa social. Después de CSDS, los ratones SUS exhiben una mayor actividad dentro del circuito neuronal de neurotensina del tabique lateral (NTLS), que ocluye la recompensa social y promueve un comportamiento de evitación social sostenido incluso cuando se les presenta una situación social no amenazante.

Para investigar cómo el CSDS afecta la interacción social y la recompensa social, ratones machos y hembras de tipo salvaje (WT) de 7 a 8 semanas de edad se sometieron a un CSDS estándar seguido de una prueba de interacción social con un ratón CD-1 o ERα-Cre F110,11. Como se describió anteriormente, los ratones se clasificaron como resistentes (RES) o SUS según su comportamiento de interacción social (es decir, la relación de interacción social (SI)) (Fig. 1a, b, g y datos extendidos Fig. 1a, b, d ,mi). A esto le siguió una prueba de intruso residente (RI) y sCPP con ratones C57BL/6J juveniles del mismo sexo de 4 a 6 semanas de edad. Durante la prueba RI, los ratones de control (CTRL) y RES exhibieron comportamientos sociales similares hacia el juvenil, incluida la cantidad de interacción activa (es decir, acercamiento, seguimiento cercano y olfato). Los ratones de estos grupos rara vez se retiraban cuando el joven se acercaba e investigaba, lo que definimos como investigación social pasiva. Por el contrario, los ratones SUS exhibieron una investigación social mucho menos activa, una latencia más prolongada hasta el primer combate social y una evitación social significativamente mayor durante la investigación social pasiva con un menor (Fig. 1c, d, h, i y Datos extendidos Fig. 1c, f). El tiempo de investigación social, la evitación social y la latencia para investigar se correlacionaron con la relación SI durante la prueba con un CD-1 (Datos extendidos Fig. 1g-l). Estos resultados muestran que los ratones SUS muestran evitación no solo hacia los ratones macho CD-1 adultos agresivos, sino también hacia los ratones juveniles C57BL/6J del mismo sexo que no amenazan. Luego usamos la prueba sCPP para evaluar la preferencia social; Los ratones CTRL y RES, pero no SUS, formaron una preferencia social por el contexto emparejado con intrusos (Fig. 1e, j), lo que sugiere que la interacción juvenil no es gratificante para los ratones SUS. La puntuación de sCPP se correlacionó con la relación SI (Fig. 1f, k), así como con el tiempo de investigación social, los recuentos de evitación social y la latencia hasta el primer encuentro social durante la prueba RI (Datos extendidos Fig. 1m-r). El ciclo estral femenino no se asoció con ninguna diferencia en la formación de sCPP (Datos ampliados Fig. 1s). Curiosamente, encontramos que los ratones hembra formaron un sCPP significativo solo cuando los ratones juveniles estaban confinados en una copa de malla de alambre durante el acondicionamiento (Datos extendidos Fig. 1t), por lo que usamos este diseño para todos los estudios en hembras. Todos los parámetros de comportamiento se distribuyeron normalmente, excepto la evitación social (Datos extendidos Fig. 1u). Dado que sCPP depende de procesos intactos de aprendizaje y memoria, realizamos pruebas de reconocimiento de objetos novedosos y ubicación novedosa y no encontramos evidencia de déficits de aprendizaje y memoria en ratones SUS o RES en comparación con ratones CTRL (Datos extendidos Fig. 2a-c) . Para probar si el orden en que se realizaron las pruebas de comportamiento afectó aspectos del comportamiento social, invertimos el orden de las pruebas (sCPP-RI-SI) en ratones WT después de CSDS y encontramos efectos similares (Datos extendidos Fig. 2d, e). A continuación, agrupamos a los ratones primero por puntajes de sCPP (preferencia social) y encontramos una correlación positiva similar con la investigación social en la prueba RI junto con una tendencia para la relación SI (Datos extendidos Fig. 2f, g), lo que nuevamente sugiere que estos diferentes sociales los comportamientos se correlacionan en gran medida entre sí. Juntos, estos datos respaldan la idea de que la evitación social inducida por CSDS resulta de interrupciones en el procesamiento de la recompensa social, lo que nos llevó a considerar que los ratones SUS pueden, de hecho, percibir a los objetivos sociales juveniles como amenazantes o estresantes.

a, Línea de tiempo experimental para pruebas de comportamiento social después de una derrota social crónica. b, g, proporciones SI de mujeres (análisis de varianza de una vía (ANOVA) con la prueba de comparaciones múltiples de Tukey, F (2, 31) = 53.96, P < 0.0001, n = 10 (CTRL), 12 (RES), 12 (SUS) (b) y de hombres (ANOVA de una vía, F (2, 46) = 24.36, P < 0.0001, n = 10 (CTRL), 13 (RES), 26 (SUS) (g). c, h, Tiempo de investigación social de la prueba RI de mujeres (ANOVA de una vía, F (2, 31) = 6,755, P = 0,0037) (c) y de hombres (F (2, 46) = 14,82, P < 0.0001) (h). d, i, Evitación social de mujeres (F (2, 31) = 33.13, P < 0.0001) (d) y hombres (F (2, 46) = 15.37, P < 0.0001) (i) e, Tiempo pasado en cámaras emparejadas y no emparejadas durante la prueba sCPP (CTRL femenino (ANOVA bidireccional de medidas repetidas seguido de la prueba de comparaciones múltiples de Šídák, F (1, 18) = 7,023, P = 0,0163, n = 10); ratones RES (F (1, 22) = 4,598, P = 0,0433, n = 12) y ratones SUS (F (1, 22) = 0,08155, P = 0,7779, n = 12)). f, Correlación entre la relación SI y sCPP en mujeres (R2 = 0,1474, P = 0,025). j, Tiempo pasado en cámaras emparejadas y no emparejadas durante la prueba de sCPP (ANOVA bidireccional de medidas repetidas: CTRL masculino (F (1, 18) = 6,074, P = 0,0240 , n = 10); ratones RES (F (1, 26) = 7,499, P = 0,0110, n = 13); y ratones SUS (F (1, 50) = 0,4818, P = 0,4908, n = 26)). k, Correlación entre la relación SI y sCPP en hombres (R2 = 0.08939, P = 0.0369). NS, no significativo. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. Todos los datos expresados ​​como media ± sem

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Para investigar los mecanismos del circuito que median los déficits de recompensa social en ratones SUS, llevamos a cabo un procedimiento de mapeo de Fos de todo el cerebro despejado utilizando el método iDISCO+12 para examinar regiones cerebrales moduladas diferencialmente después de CSDS cuando los ratones estuvieron expuestos a intrusos juveniles (Fig. 2a y datos extendidos Fig. .3a–h). Se tomaron imágenes de cerebros despejados (Fig. 2b) en un microscopio de hoja de luz (Fig. 2c), seguido de registro y anotación (Datos extendidos Fig. 3i) usando ClearMap12. Para examinar primero regiones cerebrales potencialmente relevantes, se compararon células Fos+ entre ratones CTRL, SUS y RES para identificar regiones cerebrales reguladas diferencialmente en ambos sexos (Fig. 2d, Tablas de datos extendidos 1–5 y Tabla complementaria 1). Curiosamente, encontramos diferencias dramáticas basadas en el sexo en la actividad de Fos al comparar ratones RES y SUS, a pesar de que ambos sexos exhibieron déficits sociales similares. En comparación con los machos RES, los machos SUS mostraron un aumento significativo en las células Fos+ en 47 regiones, mientras que las hembras SUS mostraron aumentos significativos en solo 22 regiones. En particular, el tabique lateral (LS) fue una de las regiones cerebrales más activadas tanto en machos como en hembras SUS en comparación con los ratones RES, por lo que lo seleccionamos para una mayor investigación. Para confirmar que la activación de Fos en ratones SUS se debió a la presencia de un objetivo social, realizamos una prueba de RI adicional después de CSDS con un objeto novedoso frente a un intruso juvenil. En estas condiciones, encontramos que la actividad de Fos fue significativamente mayor en los ratones SUS después de la interacción juvenil en comparación con la interacción del objeto nuevo. Aunque observamos un ligero aumento en la actividad de Fos luego de la interacción de objetos nuevos y juveniles en ratones RES, no hubo diferencias significativas en el tiempo que pasaron entre ellos (Datos extendidos Fig. 3j, k).

a, Cronología del análisis iDISCO+ Fos de la prueba RI después de CSDS. Saco cronometrado, los ratones se perfundieron 90 min después de la prueba de RI. b, Cerebro de ratón antes y después de la limpieza iDISCO+. c, Autofluorescencia y señal Fos de imágenes de láminas de luz. d, análisis ClearMap que muestra regiones cerebrales diferencialmente activadas de ratones RES versus SUS. Las puntas de flecha indican LS. e, Expresión de neurotensina a partir de datos de Allen Brain Atlas ISH. f, Cronología de ISH. g,h, Multiplex ISH (g) que muestra la expresión de Fos (h) en neuronas NT en hembras (ANOVA unidireccional, F (2, 6) = 7,887, P = 0,0209, n = 3 ratones por grupo, tres cortes por ratón ) y machos (F (2, 10) = 13,13, P = 0,0016, n = 3 (CTRL), 4 (RES), 6 (SUS), tres cortes por ratón); barras de escala, 50 μm. VI, ventrículo lateral. i, Cronología de la electrofisiología de cortes (ePhys) después de CSDS. j, neuronas eYFP+ NTLS parcheadas en configuración de célula completa. k, Curva de corriente-frecuencia que muestra recuentos de potenciales de acción evocados por pasos incrementales de corriente inyectada. Neuronas NTLS de ratones SUS (n = 55 neuronas) en comparación con ratones RES (ANOVA bidireccional, P < 0,0001, n = 19). l, Potencial de membrana en reposo (RMP) para ratones SUS y RES (prueba de Mann-Whitney de dos colas, P = 0,0336, n = 4 (RES), 9 (SUS). m, Correlación entre la relación SI y la tasa de disparo provocada por un Paso de corriente de 100 pA (correlación de Pearson, R2 = 0,34, P = 0,0351). Cada punto representa el valor medio por ratón para ratones RES (rojo, n = 4) y SUS (negro, n = 9). n, Rastros de muestra de excitabilidad de los ratones RES (rojo) y SUS (negro) después de una inyección de corriente de 100 pA *P < 0,05, **P < 0,01 Todos los datos se expresan como media ± sem

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Debido a sus densas interconexiones recíprocas en los principales centros de recompensa del cerebro, a menudo se piensa en el LS como un nexo para el estado de ánimo13,14,15,16, la motivación17,18 y el procesamiento de información espacial19. Curiosamente, en ratones SUS después de RI juvenil, encontramos que la mayoría de las neuronas que expresan Fos estaban ubicadas específicamente en la porción lateral-ventral del LS. Utilizando la base de datos de hibridación in situ (ISH) Allen Brain Atlas20, encontramos varios genes expresados ​​​​específicamente en la porción lateral-ventral del LS, incluida la neurotensina (Nt) (Fig. 2e) y el receptor de la hormona liberadora de corticotrofina 2 (Crhr2). El receptor de oxitocina (Oxtr) se expresó específicamente en la porción lateral, la somatostatina (Sst) se expresó principalmente en la porción dorso-lateral y el receptor de dopamina D3 (Drd3) se expresó solo en la porción medial del LS. Varios estudios recientes han examinado el papel de estos tipos de células definidas molecularmente en la regulación del comportamiento, incluidas las neuronas Sst+ en el condicionamiento del miedo21, las neuronas vGAT+ y Nt+ en la alimentación suprimida por estrés22,23, las neuronas Crhr2+ en el comportamiento similar a la ansiedad24, así como Oxtr+ y Neuronas Drd3+ en miedo social25 y disfunción social26. Para determinar qué tipo de célula se activó por la interacción social juvenil en ratones SUS, realizamos ISH multiplex en cortes de cerebro de ratones CSDS después de RI juvenil (Fig. 2f). Encontramos más del 94% de colocalización entre Nt y Fos en ratones SUS, con una expresión muy limitada de Fos en células Nt– (Fig. 2g, h y Extended Data Fig. 4a). Alrededor del 100 % de todas las células Nt+ eran GABAérgicas (datos extendidos, Fig. 4b, c). Curiosamente, el ARN mensajero de Nt y Crhr2 se colocalizó en gran medida en la parte anterior pero no en la parte posterior del LS, donde encontramos aumentos significativos en los niveles de Fos después de RI juvenil en ratones SUS (Datos extendidos Fig. 4d, e). Las neuronas Nt+ tenían una superposición de alrededor del 5 % con Drd3+ y de alrededor del 20 % con las neuronas Oxtr+ (Datos extendidos Fig. 4f–i). Curiosamente, también encontramos un aumento en las neuronas Sst + Fos + en ratones SUS después de la interacción social juvenil en relación con los ratones CTRL, pero no entre los ratones RES y SUS (Datos extendidos Fig. 4j, k). Por último, no encontramos diferencias en las neuronas Nt– Fos+ entre los ratones CTRL, RES y SUS (Datos extendidos Fig. 4l). Juntos, estos datos destacan una participación potencialmente fuerte de las neuronas NTLS en los déficits de recompensa social en ratones SUS.

Para confirmar que las neuronas NTLS se hiperactivaron en ratones SUS después de la interacción con un juvenil, utilizamos un enfoque electrofisiológico de corte de células enteras para registrar las neuronas NTLS en ratones machos derrotados después de una prueba de RI juvenil (Fig. 2i, j). Descubrimos que las neuronas NTLS de ratones SUS mostraron una mayor excitabilidad (Fig. 2k, n), así como una disminución del potencial de membrana en reposo (Fig. 2l y Datos extendidos Fig. 5a), en comparación con los ratones RES. Curiosamente, también encontramos que la excitabilidad de estas células se correlacionó negativamente con la relación SI observada después de CSDS (Fig. 2m). Estos cambios en las propiedades intrínsecas de las neuronas NTLS sugieren que CSDS induce adaptaciones duraderas en estas células, que median la disfunción social. Curiosamente, no encontramos diferencias en otras propiedades de estas células (umbral de potencial de acción, amplitud, hiperpolarización rápida o de ancho medio; Datos extendidos Fig. 5a), lo que confirma que CSDS aumenta específicamente la excitabilidad de estas células en ratones SUS.

Para investigar más a fondo la actividad de las neuronas NTLS in vivo durante los encuentros sociales con menores, inyectamos virus adenoasociados (AAV) -DIO-GCaMP6 dependientes de Cre en el LS de ratones transgénicos Nt-Cre para etiquetar las neuronas NTLS (Fig. 3a). Luego medimos la actividad de Ca2+ fluorescente mediante fotometría de fibra (FP) en ratones CTRL, RES y SUS durante la RI juvenil (Fig. 3b y Datos extendidos Fig. 5b). No encontramos un aumento en la actividad de las neuronas NTLS en ratones CTRL (Fig. 3c, d) y RES (Fig. 3e, f) en respuesta al enfoque juvenil, pero los ratones SUS exhibieron una actividad significativamente mayor (Fig. 3g, h). Sorprendentemente, la magnitud (aproximadamente 5-10% de cambio en la fluorescencia (ΔF/F)) del aumento en la actividad de las neuronas NTLS durante el acercamiento juvenil fue similar a la observada cuando los ratones CTRL sin estrés encontraron una experiencia aversiva, como ser atacados por un agresivo Ratón CD-1 (Fig. 3i, j) o experimentar un pellizco doloroso en la cola administrado por el investigador (Fig. 3k, l). Además, la actividad de las neuronas NTLS no mostró cambios después del consumo de alimentos sabrosos (Datos extendidos, Fig. 5c). Estos hallazgos son consistentes con la idea de que las neuronas NTLS responden a estímulos aversivos, pero no a estímulos gratificantes. Probamos aún más la actividad de las neuronas NTLS durante el condicionamiento sCPP y descubrimos que las neuronas NTLS en ratones SUS mostraron una mayor actividad durante la sesión de condicionamiento emparejado juvenil, sin que se observaran cambios en los ratones CTRL o RES (Datos extendidos Fig. 5d). Sobre la base de estos datos, sugerimos que, después de CSDS, los ratones SUS pueden generalizar en exceso las señales de amenaza social y percibir a los jóvenes como amenazas sociales, similar a lo observado cuando es atacado por un ratón CD-1 altamente agresivo.

a, Inyección y expresión de AAV-DIO-GCaMP6s en LS. b, Cronología de los experimentos de FP. c–h, izquierda, rastro representativo de Ca2+ de neuronas NTLS durante la prueba de intruso residente (las tiras rosas indican investigación social pasiva); medio, gráfico peri-evento de la actividad neuronal NTLS 2 s antes y después del acercamiento del intruso; derecha, estadísticas de actividad neuronal 2 s antes y 2 s después de eventos sociales en mujeres CTRL (prueba t de dos colas pareada, t6 = 3,379, P = 0,0149, n = 7) (c) y hombres (t6 = 0,5081, P = 0,6295, n = 7) (d); en RES hembras (t4 = 0,6528, P = 0,5495, n = 5) (e) y machos (t4 = 0,2939, P = 0,7834, n = 5) (f); y en SUS mujeres (t4 = 3,772, P = 0,0196, n = 5) (g) y hombres (t4 = 4,844, P = 0,0084, n = 5) (h). i–l, Izquierda, rastro representativo de Ca2+ de neuronas NTLS en ratones CTRL durante la derrota social y los pellizcos de cola; medio, gráfico peri-evento de la actividad neuronal NTLS 2 s antes y 2 s después del ataque/pellizco de cola; derecha, estadísticas de actividad neuronal 2 s antes y 2 s después del evento en derrota femenina (t7 = 6,852, P = 0,0002, n = 8) (i), derrota masculina (t6 = 6,973, P = 0,0010, n = 7) ( j), pellizco de cola hembra (t4 = 3,988, P = 0,0163, n = 5) (k) y pellizco de cola macho (t5 = 6,137, P = 0,0017, n = 6) (l). Todos los datos se analizaron utilizando la prueba t de dos colas pareadas. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001. Todos los datos expresados ​​como media ± sem Barra de escala, 100 μm. Las ilustraciones en b fueron creadas con BioRender (https://biorender.com).

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Para evaluar si las neuronas NTLS regulan los comportamientos sociales después de CSDS, utilizamos vectores virales que expresan receptores de diseño activados exclusivamente por drogas de diseño (DREADD) para manipular bidireccionalmente la actividad de las neuronas NTLS durante SI con un ratón CD-1, y también durante RI juvenil y sCPP. . Alrededor de 3 a 4 semanas antes de CSDS, inyectamos los virus AAV-DIO-hM3Dq, AAV-DIO-hM4Di o AAV-DIO-mCherry en el LS de ratones Nt-Cre de 4 semanas de edad (Fig. 4a y Datos extendidos Fig. 6a). Los ratones se asignaron aleatoriamente a las condiciones CTRL o CSDS. Para los estudios de inhibición con hM4Di para mostrar la necesidad, usamos solo ratones SUS, mientras que para los estudios de activación destinados a mostrar la suficiencia usamos solo ratones RES (nota: diferente SI inicial para ratones SUS hM4Di tratados con vehículo versus ratones RES hM3Dq en la Fig. 4). La prueba se realizó utilizando un diseño dentro de los sujetos en el que los ratones se probaron primero para SI 30 minutos después de la inyección del vehículo; luego, 30 min antes del segundo SI, los ratones fueron inyectados por vía intraperitoneal con N-óxido de clozapina (CNO). Encontramos efectos bidireccionales de la modulación de neuronas NTLS en SI tanto en hembras como en machos, con una mayor actividad que reduce el SI en ratones RES y una disminución de la actividad que mejora el SI en ratones SUS (Fig. 4b, i). Luego, los ratones se dividieron en dos grupos para RI, asegurando que la relación SI estuviera equilibrada entre los grupos; los ratones recibieron vehículo o CNO durante la prueba de RI. La inhibición de las neuronas NTLS aumentó el tiempo de investigación social y normalizó el comportamiento de evitación en ambos sexos (Fig. 4c, d, j, k). Para sCPP, tratamos ratones SUS inyectados con hM4Di y ratones RES inyectados con hM3Dq con vehículo o CNO durante las sesiones de acondicionamiento social. Descubrimos que, al inhibir las neuronas NTLS en ratones SUS, podíamos normalizar la preferencia por el compartimento social condicionado a los niveles de CTRL o RES en ambos sexos (Fig. 4e, f, l, m). Por el contrario, al activar las neuronas NTLS en ratones RES, pudimos reducir la investigación social y la preferencia social en comparación con los controles tratados con vehículo en ambos sexos (Fig. 4g, h, n, o). Por lo tanto, encontramos que la activación de las neuronas NTLS resultantes de un trauma social es necesaria y suficiente para provocar déficits en el comportamiento social. Curiosamente, la activación de las neuronas NTLS en ratones sin estrés no afectó ni la relación SI ni la sCPP (datos extendidos Fig. 6b-d), lo que sugiere que un historial de trauma social es crítico. De acuerdo con esto, no encontramos ningún efecto de los estresores no sociales, como CVS, en la recompensa social (datos extendidos Fig. 6e,f), a pesar de que tanto CSDS como CVS reducen de manera similar las preferencias por recompensas naturales como la sacarosa27. De acuerdo con esto, un estudio reciente mostró que las neuronas CA3 ventrales que se proyectan al LS desempeñan un papel en la evitación aguda inducida por el estrés social28, pero no en ratones sin estrés29. Para probar si las neuronas NTLS pueden regular de manera más general el comportamiento de recompensa o aversión, utilizamos un ensayo de preferencia de lugar en tiempo real (RTPP) en ratones sin estrés y no encontramos ningún efecto de la estimulación optogenética de las neuronas NTLS en la preferencia (Datos extendidos Fig. 6g, h). En conjunto, estos datos respaldan la idea de que los circuitos NTLS modulan los comportamientos sociales de manera dependiente del contexto.

a, Línea de tiempo experimental para experimentos DREADD. b–d,i–k, relación SI, investigación social y evitación social después de la activación quimiogenética (ratones RES) o inhibición (ratones SUS) de las neuronas NTLS durante la prueba social después de CSDS (ANOVA bidireccional de medidas repetidas, hembra: F ( 2, 53) = 9,785, P = 0,0002, n = 18 (hM3Dq), 20 (hM4Di), 16 (mCherry) (b), F (2, 25) = 5,807, P = 0,0085 (c), F (2 , 25) = 5,906, P = 0,0079, n = 9 (hM3Dq), 10 (hM4Di), 8 (mCherry) (d); hombre: F (2, 64) = 12,96, P < 0,0001, n = 30 (hM3Dq ), 20 (hM4Di), 17 (mCherry) (i), F (2, 20) = 19,46, P < 0,0001 (j), F (2, 20) = 10,12, P = 0,0009, n = 8 (hM3Dq) , 8 (hM4Di), 7 (mCherry) (k)). e–h,l–o, Preferencia social rescatada por la inhibición de las neuronas NTLS en ratones hembra SUS (ANOVA bidireccional de medidas repetidas, CNO (e), F (1, 14) = 7,272, P = 0,0174, n = 8 ;vehículo (f), F (1, 14) = 0.3070, P = 0.5883, n = 8); y en ratones SUS machos (CNO (l), F (1, 14) = 4,710, P = 0,0477, n = 8; vehículo (m), F (1, 18) = 1,627, P = 0,2183, n = 10) . Activación de poblaciones NTLS en hembras RES (ANOVA bidireccional de medidas repetidas, CNO (g), F (1, 18) = 0,1653, P = 0,6891, n = 10; vehículo (h), F (1, 18) = 8,490, p = 0,0093, n = 10); y en RES machos (CNO (n), F (1, 14) = 0,2221, P = 0,6447, n = 8; vehículo (o), F (1, 16) = 9,283, P = 0,0077, n = 9) bloqueado formación de CPP sociales. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. Todos los datos expresados ​​como media ± sem

Datos fuente

Para determinar si las neuronas NTLS codifican información específica del contexto relacionada con factores estresantes no sociales, expusimos ratones WT a estrés de restricción crónico (CRS) y luego realizamos una prueba de interacción con un nuevo tubo de restricción. Descubrimos que los ratones expuestos a CRS tenían una latencia más prolongada para acercarse al tubo y redujeron el tiempo dedicado a investigar el tubo (Datos extendidos Fig. 7a, b). Luego silenciamos las neuronas NTLS con un DREADD inhibitorio y descubrimos que esto rescató parcialmente la evitación del tubo (Datos extendidos Fig. 7c, d). En un grupo separado, emparejamos ratones WT con ropa de cama/olor juvenil durante CRS (CRSO) y no encontramos diferencias en la prueba de RI juvenil, lo que sugiere que los ratones no generalizan la evitación a un objetivo social juvenil en función de la exposición a estas señales olfativas (extensión extendida). Datos Fig. 7e,f). En general, estos datos sugieren que las neuronas NTLS están involucradas en cálculos más generales que usan información pasada de situaciones estresantes o amenazantes para guiar comportamientos futuros hacia señales asociadas con las mismas situaciones amenazantes/estresantes o similares. Por último, encontramos un papel para las neuronas NTLS en la mediación de comportamientos relacionados con la ansiedad, como el laberinto en cruz elevado (EPM), la prueba de enterramiento de canicas y la prueba de campo abierto (OFT) (Datos extendidos Fig. 7g-j). Juntos, estos resultados destacan el LS como un nodo crítico en la regulación de los comportamientos emocionales, particularmente en respuesta a experiencias aversivas/estresantes.

El SL contiene neuronas de proyección GABAérgica de largo alcance30 y tiene proyecciones de entrada-salida de amplio alcance distribuidas topográficamente18,31,32. Para determinar los patrones de salida de las neuronas NTLS, aplicamos múltiples herramientas de rastreo anterógrado mediadas por virus. Primero, inyectamos proteína fluorescente amarilla mejorada con AAV-DIO (eYFP) en el LS de ratones Nt-Cre y tomamos imágenes de los terminales de axón eYFP + en todo el cerebro (Fig. 5a). Luego usamos HSV-1 (H129ΔTK-TT) para el rastreo trans-sináptico anterógrado33 para verificar qué regiones forman conexiones monosinápticas con las neuronas NTLS (Fig. 5b y Datos extendidos Fig. 8a). Curiosamente, muchas de las regiones aguas abajo identificadas, como el área preóptica medial-lateral (LPO/MPO), el núcleo accumbens (NAc), el núcleo hipotalámico anterior (AHN), el hipotálamo lateral (LH), la sustancia gris periacueductal (PAG), la amígdala medial (MEA) y el núcleo supramamilar (SuM), están todos involucrados en varios aspectos del comportamiento social34 o recompensa condicionada35. Entre estas regiones, la NAc está implicada en la recompensa social36,37 y la susceptibilidad al estrés35,38, y la PAG en la agresión social39, así como en las conductas defensivas y de escape40,41. Aunque el AHN juega un papel en el comportamiento defensivo42 y el comportamiento parental43, su papel en la recompensa social sigue siendo desconocido. Primero queríamos determinar si las mismas o diferentes neuronas NTLS se proyectan a cada uno de estos sitios. Inyectamos un AAV retrógrado dependiente de Cre (rgAAV-DIO) que expresa tdTomato en AHN, NAc o PAG de ratones Nt-Cre (Datos extendidos Fig. 8b). En los mismos ratones, se inyectó rgAAV-DIO-eYFP en las regiones alternativas y visualizamos la superposición entre tdTomato y eYFP en las neuronas NTLS. También inyectamos la subunidad B de la toxina del cólera (CTB) en NAc (CTB488), AHN (CTB555) y PAG (CTB647) (Datos ampliados Fig. 8d) y encontramos resultados similares: AHN/NAc-, AHN/PAG- y NAc/ Las neuronas LS que proyectan PAG mostraron poca superposición (Datos extendidos Fig. 8c, e), lo que confirma aún más que las neuronas LS que se proyectan a estas regiones representan en su mayoría subpoblaciones separadas. Para investigar la función de estos circuitos NTLS, inyectamos AAV-DIO-ChR2 (H134R) en el LS de ratones Nt-Cre de 5 semanas de edad e implantamos férrulas en NAc, AHN o PAG. Tres semanas más tarde, los ratones se sometieron a un CSDS por debajo del umbral (stCSDS) y se probó el comportamiento social durante una prueba de RI juvenil de 2 días y 5 minutos en la que se contrapesó el orden de encendido / apagado del láser (Fig. 5c). La activación de los circuitos NTLS → AHN o NTLS → NAc disminuyó el tiempo de investigación social activa sin afectar el comportamiento de evitación social durante los combates sociales pasivos iniciados por el juvenil (Fig. 5d-i). Sin embargo, la activación del circuito NTLS → PAG no tuvo efecto ni en el tiempo de investigación social ni en la evitación social (Fig. 5j-l). Para validar aún más si la manipulación de los circuitos NTLS→AHN o NTLS→NAc puede modular bidireccionalmente la interacción social, inyectamos AAV-DIO-eNpHR3.0 en el LS y luego realizamos CSDS (datos extendidos Fig. 9a). Descubrimos que la inhibición de los circuitos NTLS→AHN o NTLS→NAc aumentó la investigación social y disminuyó parcialmente la evitación social durante la prueba RI (Datos extendidos Fig. 9b-e). Para probar si estas vías controlan bidireccionalmente la preferencia social, inyectamos AAV-DIO-ChR2 o AAV-DIO-eNpHR3.0, expusimos a los ratones al estrés por derrota social y luego realizamos estimulación óptica de los circuitos NTLS→AHN o NTLS→NAc durante la interacción social. sesión de acondicionamiento. Como era de esperar, encontramos que la regulación bidireccional de ambas vías afectó a sCPP (Datos extendidos Fig. 9f-m). La manipulación de eNpHR3.0 parecía tener efectos más sutiles en general, posiblemente debido a su escasa eficacia en la inhibición presináptica. Las herramientas optogenéticas acopladas a proteína G desarrolladas recientemente44,45 pueden proporcionar un método más convincente para la inhibición presináptica de largo alcance en estudios futuros.

a, Trazado anterógrado AAV-DIO-eYFP de neuronas NTLS. b, el rastreo transsináptico anterógrado de HSV-1 (H129ΔTK-TT) (70 h después de la inyección) verifica las conexiones monosinápticas entre las neuronas NTLS y las regiones que se muestran en a. c, inyección de AAV-DIO-ChR2 y línea de tiempo para experimentos de optogenética de intrusos residentes. d–l, activación del terminal del axón ChR2 en NAc (d), AHN (g) y PAG (j) durante la prueba RI en mujeres (NAc (e), investigación social, F (1, 12) = 4.836, P = 0.0482; evitación social, F (1, 12) = 2,935, P = 0,1123, n = 8 (ChR2), 6 (eYFP), AHN (h), investigación social, F (1, 12) = 4,947, P = 0,0461, social evitación, F (1, 12) = 0,8571, P = 0,3728, n = 8 (ChR2), 7 (eYFP)); PAG (k), investigación social, F (1, 13) = 0,6986, P = 0,4183; evitación social, F (1, 13) = 0,07324, P = 0,7909, n = 8 (ChR2), 6 (eYFP); y en varones (investigación social, NAc (f), F (1, 13) = 4,540, P = 0,0528; evitación social, F (1, 13) = 0,2848, P = 0,6026, n = 9 (ChR2), 5 ( eYFP); AHN (i), investigación social, F (1, 13) = 28.94, P = 0.0001, evitación social, F (1, 13) = 0.06521, P = 0.8024, n = 8 (ChR2), 7 (eYFP ); PAG (l), investigación social, F (1, 14) = 0.002038, P = 0.9646; evitación social, F (1, 14) = 1.750, P = 0.2071, n = 9 (ChR2), 6 (eYFP) (F)). Se realizó ANOVA bidireccional de medidas repetidas para todas las comparaciones. *P < 0,05, **P < 0,01, ****P < 0,0001. Todos los datos expresados ​​como media ± sem Barras de escala, 200 μm. Las ilustraciones en c fueron creadas con BioRender (https://biorender.com).

Datos fuente

Para confirmar que estas proyecciones eran monosinápticas e inhibidoras, inyectamos AAV-DIO-ChR2 en el LS de ratones Nt-Cre y realizamos electrofisiología de células enteras ex vivo con mapeo de circuitos asistido por ChR2 de las vías NTLS→NAc y NTLS→AHN. Nuestros datos muestran que ambas vías son monosinápticas (con TTX), inhibitorias (basadas en Cs internas, sujetas a 0 mV) y dependientes de GABAa (SR-95531, Gabazina) (Datos extendidos Fig. 10a,b). También validamos que 15 Hz de estimulación con luz azul pueden evocar de manera confiable las neuronas NTLS (Datos extendidos Fig. 10c). Debido a que se informó que otros tipos de células en el LS pueden modular los comportamientos de estrés en diferentes condiciones, probamos si las neuronas que no son NT en el LS también desempeñan un papel en los déficits sociales inducidos por el trauma social mediante la inyección de AAV-Flpo y AAV-CreOff. - Virus FlpOn-ChR2 en el LS de ratones Nt-Cre para etiquetar neuronas que no son NT con ChR2 (Datos extendidos Fig. 10d). Primero validamos la especificidad de este enfoque utilizando Multiplex ISH (datos extendidos Fig. 10e, f), y encontramos muy poca superposición entre ChR2 y NT. A continuación, validamos los parámetros de estimulación para ChR2 utilizando electrofisiología de corte y confirmamos que 15 Hz activaron de manera confiable las neuronas que no son NT en el LS (Datos extendidos Fig. 10g). Luego, estimulamos las neuronas que no son NT en el LS in vivo a 15 Hz durante la prueba RI después de CSDS y no encontramos ningún efecto en la interacción social (Datos extendidos Fig. 10h). Tomados en conjunto, estos resultados sugieren que la activación de las proyecciones inhibitorias de NTLS para AHN y NAc es necesaria y suficiente para alterar la investigación social y la preferencia social de los ratones después de una experiencia social traumática.

Muchos componentes del comportamiento social, incluidas sus propiedades gratificantes, se conservan evolutivamente entre humanos y roedores46,47. Aunque está bien establecido que el estrés social conduce al desarrollo de depresión, ansiedad48 y trastorno de estrés postraumático38, los circuitos neuronales que median las consecuencias negativas del estrés social, particularmente con respecto a la recompensa social, no están bien definidos. Consideramos que los modelos preclínicos de estrés social son imprescindibles para este trabajo de fase inicial, de modo que podamos definir los posibles mecanismos de circuito de la recompensa social dañada por el trauma para informar futuros estudios en humanos.

Utilizando un enfoque imparcial, identificamos el LS como una de las regiones más altamente reguladas activadas en ratones SUS machos y hembras en respuesta a un objetivo social normalmente gratificante, lo que sugiere que podría ser una región particularmente importante en lo que respecta a explicar el social común. deficiencias que presentan ambos sexos. El análisis detallado del LS identificó una población específica de neuronas de proyección GABAérgica que expresan el neuropéptido neurotensina. En ratones no estresados, encontramos que estas células respondían durante situaciones de amenaza, incluso en respuesta a un comportamiento de ataque agresivo. Sin embargo, después de un trauma social crónico en ratones SUS, descubrimos que estas neuronas generalizan sus respuestas a situaciones sociales no amenazantes, incluso durante las interacciones con ratones juveniles no agresivos. En particular, las neuronas NTLS y Drd3+ ejercen funciones opuestas para controlar el comportamiento social después del estrés (Fig. 4 y ref. 26). Las neuronas Drd3+ y Nt+ son topográficamente distintas en el LS y es probable que tengan diferentes patrones de proyección de entrada/salida, y posiblemente incluso formen conexiones sinápticas distintas dentro del LS. Por lo tanto, planteamos la hipótesis de que las neuronas NTLS podrían desempeñar un papel único en la regulación de la recompensa social al inhibir los centros de recompensa aguas abajo. De hecho, los estudios de rastreo anterógrado identificaron centros de recompensa conocidos, incluidos NAc y AHN, que reciben inervación moderada/densa de las neuronas NTLS, y la activación de estas entradas redujo la interacción social y la recompensa social dependiente del contexto con un juvenil.

Porque es bien sabido que la ansiedad inhibe los comportamientos sociales adaptativos; una pregunta crítica es si las neuronas NTLS codifican la aversión social o si simplemente codifican un estado generalizado de ansiedad que afecta los comportamientos sociales. Según nuestros datos, los estados de ansiedad generalizada medidos por EPM/OFT son separables de los déficits de comportamiento social: (1) cuando estimulamos las neuronas NTLS en ratones sin experiencia en estrés social, somos capaces de producir un déficit exploratorio generalizado en EPM/OFT ( Datos extendidos Fig. 7); sin embargo, dicha estimulación no induce a evitar un objetivo social (Datos ampliados, Fig. 6b). (2) Tanto los ratones RES como SUS en el modelo CSDS exhibieron comportamientos similares a la ansiedad en OFT y EPM, pero solo los ratones SUS exhibieron evitación social y recompensa social reducida. (3) Aunque CVS produce un aumento en el comportamiento similar a la ansiedad generalizada, no tiene efecto sobre la interacción social o la recompensa social (Datos extendidos Fig. 6e, f). Por lo tanto, además de la regulación de los estados de ansiedad generalizada, las neuronas NTLS codifican información contextual sobre experiencias pasadas estresantes/traumáticas para guiar futuras respuestas conductuales.

En general, nuestros hallazgos demuestran que, tanto en ratones SUS machos como hembras, los objetivos sociales gratificantes se perciben como estresantes o amenazantes, lo que involucra el circuito NTLS y afecta el procesamiento de la recompensa social de una manera dependiente del contexto. Curiosamente, en estudios de pacientes con depresión y trastorno de ansiedad social comórbido, se demostró que el trauma social aumenta anormalmente la representación de amenaza social49. Además, se informa que los niños que han experimentado un trauma exhiben una mayor sensibilidad perceptiva a las amenazas, clasificación errónea de emociones negativas y neutrales y sesgos de atención hacia las señales relacionadas con amenazas50. Por lo tanto, nuestra investigación proporciona una base importante para comprender los mecanismos neuronales que subyacen al procesamiento de la recompensa social posterior al trauma. Los estudios futuros en humanos para probar la relevancia de los circuitos LS en la mediación de la percepción de la amenaza social y la sensibilidad a la recompensa en víctimas de trauma serán muy informativos.

Se utilizaron ratones C57BL/6J de tipo salvaje, de 7 a 8 semanas de edad (machos, 22 a 26 g; hembras, 18 a 22 g; Jackson Laboratory) como ratones experimentales en estudios de CSDS; Se utilizaron ratones C57BL/6J de 4 a 6 semanas de edad (Jackson Laboratory) como nuevos intrusos tanto en la prueba RI como en la prueba sCPP; Se utilizaron ratones CD-1 (ICR) machos de 16 a 24 meses de edad (criadores jubilados con experiencia sexual; Charles River Laboratories) como agresores para CSDS macho. Se cruzaron ratones ERα-Cre (017911, B6N.129S6(Cg)-Esr1tm1.1(cre)And/J; laboratorio Jackson) con hembras CD-1 para obtener machos F1, que se usaron como agresores para hembras CSDS. Se cruzaron ratones homocigóticos Nt-Cre (01752, B6; 129-Ntstm1(cre) Mgmj/J; Jackson Laboratory) con ratones WT C57BL/6 J, y la generación F1 se usó como ratones experimentales en los estudios de CSDS. Los compañeros de camada fueron asignados aleatoriamente a grupos experimentales. A todos los ratones se les permitió 1 semana de aclimatación a las instalaciones de alojamiento antes del comienzo de los experimentos. Los ratones WT CD-1 y F1 ERα-Cre se alojaron individualmente, los ratones Nt-Cre y WT C57BL/6J se alojaron en grupos de entre tres y cinco. Todos los ratones se mantuvieron en un ciclo de luz/oscuridad de 12/12 h (07:00–19:00) con acceso ad libitum a alimentos y agua. Las habitaciones de alojamiento y experimentales se mantuvieron a 20–22 °C y 40–60 % de humedad. Los experimentos se realizaron durante la fase de luz. Los procedimientos se realizaron de acuerdo con la Guía para el cuidado de los Institutos Nacionales de Salud y fueron aprobados por el Uso de animales de laboratorio y la Escuela de Medicina Icahn en el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de Mount Sinai. Puede encontrar información adicional sobre los ratones utilizados en este estudio en el Resumen de informes de ciencias biológicas.

La detección de agresores femeninos11 y masculinos10 para las pruebas CSDS y SI se realizó como se describió anteriormente. Los machos experimentales fueron alojados individualmente después de CSDS, y las hembras fueron alojadas en grupo durante CSDS pero alojadas individualmente después de la derrota. La derrota se detenía si un intruso mostraba algún signo de herida. Un CSDS solo para hombres duró 10 min por día durante 10 días, un CSDS solo para mujeres duró 5 min por día durante 10 días; stCSDS duró 5 y 2 min por día para machos y hembras, respectivamente, durante 10 días.

CVS fue modificado de nuestro trabajo anterior51. Los ratones machos y hembras se asignaron aleatoriamente a los grupos CTRL y CVS. Los grupos CVS se sometieron a 28 días de estrés con un factor estresante por día, los factores estresantes consistieron en 1 hora de choque en el pie (choque aleatorio 60 veces en 1 hora), 1 hora de suspensión de la cola y 1 hora de inmovilización.

Los ratones macho se asignaron aleatoriamente a los grupos CTRL y CRS. El grupo CRS se sometió a 28 días de estrés de restricción de 1 h cada día. Para el CRS emparejado por olores juveniles, los ratones se sujetaron en un dispositivo de sujeción de 50 ml y se colocaron en una jaula nueva con ropa de cama de un ratón juvenil C57BL/6J del mismo sexo.

Las pruebas SI se realizaron 24 h después de la última derrota, como se describió anteriormente10. Los ratones se habituaron a las salas de prueba durante 1 h antes de la prueba y todas las pruebas se realizaron en condiciones de luz roja. Las pruebas SI se realizaron con ratones que exploraban libremente en una arena libre de objetivos (44 cm (ancho) × 44 cm (profundidad) × 38 cm (alto)) durante 2,5 minutos, seguido de otros 2,5 minutos con el objetivo presente (CD-1 o ERα-Cre mouse) durante la cual los ratones objetivo se confinaron en un recinto de malla de alambre (10 cm (ancho) × 6,5 cm (profundidad) × 38 cm (alto)). La 'zona de interacción' del campo de pruebas abarcaba un área rectangular de 14 cm × 24 cm que se proyectaba 8 cm alrededor del recinto de malla de alambre. Las 'zonas de esquina' abarcaban un área de 9 cm × 9 cm que se proyectaba desde ambas juntas de esquina opuestas al recinto de malla de alambre. Calculamos la relación SI como la relación del tiempo pasado en la zona de interacción con un ratón CD-1 o F1 ERα-Cre presente sobre el tiempo pasado con el objetivo ausente. Todos los ratones con una relación SI superior a 1 se clasificaron como ratones RES y todos los que tenían una relación inferior a 1 como ratones SUS. La proporción de la esquina se calculó como la proporción del tiempo pasado en la zona de la esquina con un ratón objetivo adulto CD-1 o F1 ERα-Cre presente sobre el tiempo pasado cuando el ratón objetivo estaba ausente.

La prueba de RI se modificó a partir de un protocolo descrito previamente52. Después de la derrota y la SI, los ratones se habituaron a las salas de prueba durante 1 h antes de la prueba, y todas las pruebas se realizaron en condiciones de poca luz. Los ratones experimentales se mantuvieron en su jaula de casa, se colocaron debajo de una cámara Ethovision, se habituaron durante 2 a 3 minutos sin la parte superior de la jaula con cables y luego se introdujeron los intrusos (ratones u objetos) en su jaula de casa y se les permitió interactuar libremente durante 5 minutos ( La prueba RI para la cohorte iDISCO+ duró 10 min, para estimular al máximo la expresión de Fos). La investigación social incluyó la cantidad de interacción activa, incluido el acercamiento, el seguimiento cercano y el olfateo. La evitación social se definió como el escape de un ratón juvenil del ratón experimental cuando el primero se acerca e investiga. Una velocidad de más de 20 cm s–1 se consideró un escape. Los ratones SUS generalmente escapaban a velocidades de 20–65 cm s–1 inmediatamente para evitar encuentros sociales luego del acercamiento/investigación de los juveniles. Todos los ratones experimentales que mostraban comportamientos agresivos hacia los juveniles (alrededor del 1 %) se excluyeron de los análisis. Todos los comportamientos de RI fueron puntuados a ciegas por los experimentadores.

El protocolo sCPP, como se publicó previamente53, constaba de tres fases: pretest, condicionamiento social y postest. Los ratones se habituaron a las salas de prueba durante 1 hora antes del acondicionamiento o la prueba. Todas las fases se realizaron en condiciones de luz roja y sonido atenuado. El aparato CPP (Med Associates) tiene una zona media neutral que permite una entrada imparcial y dos cámaras de acondicionamiento con paredes y pisos diferentes. El día previo a la prueba, los ratones se introdujeron en la cámara intermedia y se les permitió explorar libremente las tres cámaras de la caja CPP durante 20 min. No se encontraron diferencias de sesgo entre los grupos para ninguna de las cámaras, y los grupos de acondicionamiento se equilibraron de manera imparcial para tener en cuenta la preferencia del lado de inicio, como se describió anteriormente54. La fase de acondicionamiento consistió en cuatro días consecutivos con dos sesiones de acondicionamiento cada día: durante las sesiones emparejadas de la mañana (08:00-12:00), los ratones experimentales se confinaron en la cámara asignada durante 15 minutos con un nuevo C57BL/ juvenil del mismo sexo. intruso 6J; durante la sesión no apareada de la tarde (13:00–17:00), los ratones se colocaron en la cámara opuesta sin un objetivo social durante 15 min. Para las hembras sCPP, durante el acondicionamiento, los ratones juveniles se confinaron en una copa de malla de alambre, lo que descubrimos que era necesario para que las hembras formaran CPP, mientras que los machos tenían una preferencia solo cuando podían interactuar libremente con los juveniles fuera de la copa. Todos los grupos fueron contrabalanceados para cámara de acondicionamiento. El día posterior a la prueba, los ratones experimentales se colocaron en la cámara central del aparato CPP y se les permitió explorar libremente todas las cámaras durante 20 minutos. La duración invertida en cualquiera de los contextos se utilizó para medir el CPP. Para los experimentos de quimiogenética, se administró CNO durante las sesiones de acondicionamiento completo. El análisis de comportamiento de los datos de sCPP se realizó evaluando (1) el CPP sustraído (la duración de la fase posterior a la prueba en la cámara emparejada con el intruso menos la duración de la fase de prueba en la cámara no emparejada con el intruso, teniendo en cuenta solo el comportamiento de la sesión de prueba); y (2) duraciones grupales e individuales en las sesiones previas y posteriores a la prueba.

Las pruebas de reconocimiento de objetos novedosos (NOR) y ubicación de objetos se realizaron como se describió anteriormente55. Los ratones macho se habituaron en la sala de pruebas durante 1 h antes de la prueba y luego se colocaron en medio de un campo abierto de plexiglás vacío (45 cm (ancho) × 45 cm (profundidad) × 38 cm (alto)) bajo luz tenue durante 10 min. (fase de habituación). Veinte minutos después de la fase de habituación, los ratones se colocaron en el mismo campo abierto con dos objetos (A y B) y se les permitió explorar durante 10 min. Luego, los ratones se colocaron de nuevo en su jaula durante 20 minutos antes de volver a colocarlos en el campo abierto con el objeto B reemplazado por un nuevo objeto, C. Se permitió que los ratones exploraran durante 10 minutos. Después de la prueba NOR, los ratones fueron transferidos de regreso a su jaula de origen durante 20 minutos antes de ser devueltos al campo abierto, en el que se cambió la ubicación del objeto A y se registró el tiempo que pasaron interactuando. El software Ethovision registró y calificó el tiempo que pasó con el objeto o la ubicación nuevos versus los familiares.

El EPM se realizó como se describió previamente11. Los ratones macho se habituaron en la sala de pruebas durante 1 h antes de la prueba y luego se colocaron en el medio del EPM de plexiglás bajo luz roja durante 5 min. Cada brazo del laberinto medía 12 × 50 cm2. El comportamiento se rastreó utilizando Noldus Ethovision (tecnologías interactivas de Noldus). Se midió el tiempo total pasado en los brazos abiertos y cerrados.

La prueba de campo abierto se realizó como se describió anteriormente11. Los ratones macho se habituaron a la sala de pruebas durante 1 h antes de la prueba y luego se colocaron en medio de las arenas de plexiglás (44 × 44 × 35 cm3) bajo luz roja durante 10 min. El comportamiento se rastreó utilizando Noldus Ethovision (tecnologías de Noldus Interactive) para registrar la distancia total recorrida, así como el tiempo pasado en el centro (22 × 22 cm2) frente a las zonas exteriores.

La prueba de enterramiento de canicas se realizó como se describió previamente56. Los ratones macho se habituaron a la sala de pruebas durante 1 h antes de la prueba. Se colocó ropa de cama de mazorca de maíz de ratón fresca y sin perfume (5 cm de profundidad) en jaulas estándar para ratas (26 cm (ancho) × 48 cm (profundidad) × 20 cm (alto)) con tapas con tapa de filtro, y se insertó otra jaula en la superficie. del lecho para crear líneas paralelas en la superficie del lecho que podrían usarse para la colocación de mármol. Se colocaron suavemente canicas de juguete de vidrio estándar (1,6 cm de diámetro) sobre la superficie del lecho en cinco filas de cuatro. Las canicas se lavaron en etanol al 70%, se enjuagaron con agua destilada y se secaron antes de cada uso. Los ratones se introdujeron en la esquina de la jaula para explorar durante 30 minutos con la parte superior del filtro cubierta en la jaula. Una canica se anotaba como enterrada si las dos terceras partes de su superficie estaban cubiertas por ropa de cama. Se realizó una prueba de enterramiento de canicas manipulada por DREADD de 2 días utilizando un diseño dentro de los sujetos; a los ratones se les administró CNO o vehículo de forma equilibrada y, por lo tanto, recibieron CNO o vehículo el primer día y la alternativa el segundo día.

Los experimentos de RTPP se realizaron como se describió anteriormente54: los ratones se colocaron en el centro de una arena (44 cm (ancho) × 44 cm (profundidad) × 35 cm (alto)) con un divisor central y se les permitió explorar libremente durante 20 minutos. El tiempo empleado en cada lado se registró utilizando Noldus Ethovision (tecnologías Interactivas de Noldus). Durante los primeros 10 minutos de la prueba, un lado del campo abierto se emparejó con pulsos de 20 ms de estimulación de luz azul de 15 Hz (473 nm, 7–10 mW, 1 s encendido, 1 s apagado). Durante los segundos 10 minutos de la prueba, la estimulación con láser se combinó con el lado opuesto de la arena; esto se hizo para minimizar el sesgo inherente hacia un lado de la arena. Hubo un intervalo de 1 minuto entre las dos fases. Se calculó y analizó el tiempo total pasado en los lados estimulado y no estimulado.

Para inmunohistoquímica e iDISCO+, los ratones fueron sacrificados mediante inyección de hidrato de cloral al 10 % y perfundidos transcardiacamente con PBS 1x enfriado con hielo (pH 7,4), seguido de fijación con paraformaldehído al 4 % frío en PBS 1x. Los cerebros se posfijaron durante 12 h en el mismo fijador a 4 °C. Para inmunohistoquímica, se prepararon secciones coronales en un vibratomo (Leica) a 50 μm para evaluar la ubicación viral y para inmunohistoquímica. Para ISH, los cerebros de los ratones se extrajeron rápidamente y se congelaron rápidamente en isopentano a -30 °C durante 5 a 10 s, luego se mantuvieron a -80 °C hasta que se seccionaron a 15 μm usando un criostato (Leica). Los animales inyectados con virus AAV se perfundieron al menos 4 semanas después de la inyección; los animales inyectados con H129ΔTK-TT se perfundieron 48 y 70 h después de la inyección.

Para Fos IHC, los cortes se incubaron durante 2 h en una solución de bloqueo (suero de burro normal al 3 %, Triton X-100 al 0,3 % en PBS) y luego se incubaron durante la noche en anticuerpo primario (anti-Fos de ratón, 1:1000 (Santa Cruz Biotechnology, C -10)) a 4°C. A continuación, los cortes se lavaron en PBS durante 3 × 20 min y se incubaron en anticuerpo secundario (Cy2 (n.º 711-225-152), Cy3 (n.º 711-165-152), Cy5 (n.º 711-175-152), AffiniPure Donkey Anti-Rabbit IgG (H+L), 1:1000 (Jackson ImmunoResearch)) durante 2 h a temperatura ambiente, luego se lava en PBS durante 3 × 20 min antes de teñir con DAPI (1 μg mL–1, Sigma) para 20 minutos. A continuación, las secciones se montaron con Eco-Mount (ciencias de la vida) y se cubrieron con cubreobjetos (Fisher). Para el análisis de Fos, se utilizaron la ampliación de × 20 y la función de escaneo de mosaicos para adquirir toda la región de interés. El análisis de células positivas para Fos se realizó utilizando Fiji (NIH)57. Para las imágenes representativas de la infección viral, las imágenes se adquirieron con un aumento de ×10 utilizando la función de escaneo de mosaicos. Para ISH, se usaron kits fluorescentes RNAscope Multiplex (Advanced Cell Diagnostics) de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Brevemente, los cerebros recién congelados se montaron en portaobjetos con un espesor de 15 μm, se fijaron durante 15 min en PFA frío al 4 % y se deshidrataron en serie con EtOH/H2O al 50, 70 y 100 % durante 2 min cada uno, seguidos de 20 min de proteasa IV (RNAscope) tratamiento. Sondas patentadas (Advanced Cell Diagnostics) para Fos (316921, número de acceso NM_010234.2); Sst (404631-C2, número de acceso NM_009215.1), Gad67 (400951-C2, número de acceso NM_008077.4), Oxtr (412171-C2, número de acceso NM_001081147.1), Drd3 (447721-C, número de acceso NM_007877.1) o Crhr2 (413201-C2, número de acceso NM_009953.3); Nt (420441-C3, n.º de acceso NM_024435.2) se hibridaron a 40 °C durante 2 h y luego se sometieron a una serie de etapas de amplificación a 40 °C (1-FL, 30 min; 2-FL, 15 min; 3 -FL, 30 min; 4-FL, 15 min). El reactivo Alt-A se utilizó para el cuarto paso de amplificación, con el Canal 1 a 488 nm, el Canal 2 a 550 nm y el Canal 3 a 647 nm. Finalmente, los portaobjetos se trataron durante 1 min con DAPI y se cubrieron inmediatamente con Eco-Mount. Se tomaron imágenes de todos los cortes usando un microscopio confocal Zeiss LSM 780. Las células y Fos de todas las imágenes ISH e IHC se contaron a ciegas entre los grupos.

El protocolo de tinción de iDISCO+ se modificó de http://www.idisco.info. Los cerebros completos fijados se incubaron con el anticuerpo Fos primario (n.º 226003, 1:1000, Synaptic Systems) y el anticuerpo secundario altamente adsorbido cruzado IgG (H+L) anti-conejo de burro secundario, Alexa Fluor 647 (n.º A-31573 , 1:1000, Thermo Fisher Scientific) durante 7 días cada uno. Se utilizó un microscopio de hoja de luz LaVision con cuerpo de zoom para el escaneo sagital del medio cerebro, con enfoque dinámico y un tamaño de paso de 4 um. Los cerebros despejados se procesaron como se describió anteriormente usando ClearMap12. Las células Fos+ se cuantificaron utilizando el módulo de detección de células, con parámetros de detección de células optimizados y validados en función de los parámetros de intensidad y forma de la señal. El canal de autofluorescencia se alineó con el marco de coordenadas comunes del Instituto Allen utilizando la caja de herramientas Elastix. Las áreas del cerebro se colapsaron en su región principal (por ejemplo, el tabique lateral ventral, caudodorsal y rostroventral se combinaron en el "núcleo septal lateral"). Estas decisiones se tomaron antes del análisis. Para comparar los recuentos de células en animales RES y SUS, se aplicó una regresión binomial negativa utilizando la función glm.nb del paquete MASS en R. Las clasificaciones de grupo se codificaron de forma ficticia (0 para el grupo SUS y 1 para el grupo RES). Los coeficientes de máxima verosimilitud α y β se determinaron mediante mínimos cuadrados iterativos reponderados. Un β significativo significa que el estado del grupo está relacionado con el número de conteo de células en la región de interés especificada. Los valores z en Datos extendidos Fig. 2i corresponden a este coeficiente β, normalizado por su desviación estándar de muestra. Los valores de P se corrigieron para comparaciones múltiples utilizando el procedimiento de Benjamini-Hochberg para disminuir la tasa de descubrimiento falso. Los valores de Q por debajo de 0,05 se consideraron significativos.

Se anestesiaron ratones Nt-Cre (4–5 semanas de edad) mediante inyección intraperitoneal con una mezcla de ketamina HCl (100 mg kg–1) y xilazina (10 mg kg–1) y se colocaron en un instrumento estereotáxico (David Kopf Instruments). En el LS (de bregma: AP +0,7 mm; ML ±0,4 mm; DV -3,0 mm), se infundieron bilateralmente 0,5 μL de virus usando agujas Hamilton de calibre 33 durante 5 min, y las agujas se dejaron en su lugar durante 5 min después de la inyección . Para la administración del virus DREADD, 0,5 μl de AAV8-hSyn-DIO-hM3D-mCherry (2,0 × 1012 vg mL–1, n.º 44361-AAV8, Addgene), AAV9-hSyn-DIO-hM4D-mCherry (2,0 × 1012 vg mL–1, –1, n.º 44362-AAV9, Addgene) o AAV9-hSyn-DIO-mCherry (2,0 × 1012 vg mL–1, n.º 50459-AAV9, Addgene) en el LS. Para el trazado anterógrado, 0,5 μL de AAV9-hSyn-DIO-EYFP (2,0 × 1012 vg mL–1, n.º 50457-AAV9, Addgene) o 0,15 μl de H129ΔTK-TT (4,0 × 109 vg mL–1, Center for Neuroanatomy con virus neurotrópicos) se inyectó unilateralmente en el LS. Para el rastreo retrógrado de las regiones aguas abajo del LS, se inyectaron 0,5 μL de AAV-DIO-EGFP/tdTomato retrógrado (2,0 × 1012 vg mL–1, n.º 50457-AAVrg y 28306-AAVrg, Addgene) en la parte medial de la NAc ( de bregma: AP +1,5 mm; ML ±0,5 mm; DV −4,4 mm), AHN (de bregma: AP −0,7 mm; ML ±0,5 mm; DV −5,0 mm) o PAG (de bregma: AP −4,2 mm; ML ±0,2 mm; DV −2,5 mm). Para la inyección de CTB, se inyectaron 0,5 μL de la subunidad B de la toxina del cólera conjugada con Alexa Fluor 488 (1,0 mg mL–1, n.º C-34775, Thermo Fisher) en el NAc (de bregma: AP +1,5 mm; ML ±0,5 mm ; DV −4.4 mm), se inyectaron 0.5 μL de Alexa Fluor 555-Colera Toxin Subunit B (1.0 mg mL–1, no. C-34776, Thermo Fisher) en el AHN (de bregma: AP −0.7 mm; ML ±0.5 mm; DV −5.0 mm) y 0.5 μL de Alexa Fluor 647-Conjugated Cholera Toxin Subunit B (1.0 mg mL–1, no. C-34778, Thermo Fisher) se inyectó en el PAG (de bregma: AP −4.2 mm; ML ±0,2 mm; DV −2,5 mm). Para optogenética, 0,5 μL de AAV9-EF1a-DIO-EYFP (3,0 × 1012 vg mL–1, no. 27056-AAV9, Addgene), AAV9-Ef1a-DIO eNpHR3.0-EYFP (3,0 × 1012 vg mL–1, n.º 26966-AAV9, Addgene) o AAV9-EF1a-DIO-ChR2-EYFP (3,0 × 1012 vg mL–1, n.º 20298-AAV9, Addgene) en las regiones LS (estimulación del cuerpo celular) o aguas abajo ( estimulación terminal). Para la inyección de virus CreOff, AAV-EF1a-Flpo (2,0 × 1012 vg mL–1, n.º 55637-AAV1, Addgene) y AAV-nEF-Coff/Fon-ChR2(ET/TC)-EYFP (2,0 × 1012 vg mL –1, n.° 137141-AAV8, Addgene) se mezclaron 1:1 y se inyectaron en el LS. Todas las inyecciones de AAV se realizaron 3 semanas antes de la perfusión o los experimentos de comportamiento. Para los agresores utilizados en CSDS hembra, nos dirigimos al VMHvl de ratones ERα-Cre F1 como se describió anteriormente11,58. Para la FP, se inyectaron unilateralmente en el LS 0,5 μL del virus AAV9-CAG-FLEX-G6s/EGFP (2,0 × 1012 vg mL–1, no. 100842-AAV9, 51502-AAV9 Addgene). Para los experimentos optogenéticos (ChR2) y FP, se implantaron cánulas (ChR2: MFC_200/240-0.22_3mm_MF1.25_FLT; FP: MFC_200/250-0.57_3mm_MF1.25_FLT) al mismo tiempo que el suministro viral (para LS local, se implantaron fibras 0,2 mm por encima del lugar de la inyección). Para experimentos optogenéticos (ChR2 y eNpHR3.0) sobre estimulación terminal NTLS, se implantaron cánulas (MFC_200/240-0.22_MF1.25_FLT, 5 mm para NAc/AHN, 3 mm para PAG) en el NAc (de bregma: AP +1.5 mm; ML ±1,5 mm; DV −4,4 mm, ángulo de 15°), el AHN (de bregma: AP −0,7 mm; ML ±1,5 mm; DV −4,8 mm, ángulo de 10°) o PAG (de bregma: AP − 4,2 mm; ML ±0,2 mm; DV −2,3 mm). Para la fijación segura de la fibra óptica, se añadió cemento dental (cemento Grip; Dentsply) en el cráneo y alrededor de las fibras.

Para ratones ERα-Cre (utilizados para CSDS hembra), se administró CNO (1 mg kg–1, Tocris) por vía intraperitoneal 30 minutos antes de CSDS11. Para OFT, EPM y las pruebas de enterramiento de mármol, SI y RI, se administró CNO 30 min antes de la prueba; para sCPP, se administró CNO 30 min antes de cada sesión de acondicionamiento.

Para la estimulación con luz azul (ChR2) y naranja (eNpHR3.0), se conectaron fibras ópticas (BFP(2)_200/220/900-0.22_4m_FCM-2xMF1.25, Doric Lenses) a un diodo láser azul de 473 nm (sin . BCL-473-050-M, Crystal Laser) o un diodo láser naranja de 589 nm (n.º MGL-III-589-50mW, Opto Engine LLC) mediante un cable de conexión con un adaptador FC/PC (n.º MFP_200/240 /900-0.22_4m_FC-MF1.25, Lentes Doric). Se utilizó un generador de funciones (n.º 33220A, Agilent Technologies) para generar pulsos de luz azul de 20 ms a 15 Hz, 1 s encendido/1 s apagado para todos los experimentos con ChR2. Se utilizó luz naranja constante para los experimentos de eNpHR3.0 durante la prueba de intrusión residente de 5 minutos. Para los estudios de sCPP, se entregó luz naranja en un patrón de 4 min encendido/1 min apagado. La intensidad de la luz entregada al cerebro fue de 7 a 10 mW. Estos parámetros son consistentes con protocolos previamente validados y publicados24. Para todas las pruebas de optogenética, los ratones experimentales se habituaron a los cables de conexión durante 2 días antes de la prueba en RI. Para los experimentos de RI, los ratones se probaron durante 2 días, se equilibraron en condiciones de encendido y apagado del láser. Para las pruebas de CPP social, se proporcionó luz durante la sesión de acondicionamiento social. Para la prueba RTPP, la entrega de luz azul fue controlada por TTL de Noldus Ethovision (Noldus Interactive Technologies).

AAV9-hSyn-DIO-EYFP (0,5 ul, 2,0 × 1012 vg mL–1, Addgene) se inyectó bilateralmente en el LS de ratones Nt-Cre macho de 4 semanas de edad. Dos o tres semanas después de la inyección, los ratones se sometieron a CSDS. Antes de la preparación de cortes, todos los ratones fueron expuestos a un intruso juvenil del mismo sexo de 4 a 6 semanas de edad durante 5 min. Aproximadamente 20 minutos después de la prueba de RI, los ratones se anestesiaron con isoflurano. El cerebro se extrajo rápidamente y las secciones coronales (250 µm) se cortaron utilizando un Compresstome (no. VF-210-0Z, Precisionary Instruments) en líquido cefalorraquídeo artificial a base de sacarosa frío (0–4 °C) (SB-aCSF) que contenía ( en mM): 87 NaCl, 2,5 KCl, 1,25 NaH2PO4, 4 MgCl2, 23 NaHCO3, 75 sacarosa y 25 glucosa. Después de 60 min a 32 °C para la recuperación, los cortes se mantuvieron en LCR oxigenado (95 % CO2/5 % O2) que contenía (en mM): 130 NaCl, 2,5 KCl, 1,2 NaH2PO4, 2,4 CaCl2, 1,2 MgCl2, 23 NaHCO3 y 11 glucosa a temperatura ambiente durante el resto del día y se transfirió a una cámara de registro perfundida continuamente a 2–3 mL min–1 con LCR oxigenado. Se extrajeron pipetas de parche (4–7 MΩ) de vidrio de borosilicato de pared delgada con un extractor de micropipetas (n.º P-97, Sutter Instruments) y se llenaron con una solución intrapipeta a base de gluconato de potasio (KGlu) que contenía (en mM): 116 KGlu, 20 HEPES, 0,5 EGTA, 6 KCl, 2 NaCl, 4 ATP y 0,3 GTP y 2 mg mL–1 de biocitina (pH ajustado a 7,2). Las células se visualizaron utilizando un microscopio vertical con una lente IR-DIC y se iluminaron con una fuente de luz blanca (Scientifica). Se usó una iluminación LED de 470 nm (n.º pE-300ultra, Cooled) a través del objetivo del microscopio para visualizar las células eYFP+ (usando un cubo de filtro de paso de banda, Olympus). La excitabilidad se midió en el modo de abrazadera de corriente mediante la inyección de pasos incrementales de corriente (0-100 pA, +10 pA en cada paso). Para el registro de corrientes postsinápticas inhibidoras evocadas ópticamente (oIPSC), se inyectó bilateralmente AAV9-EF1a-DIO-ChR2-eYFP (0,5 µL, 3,0 × 1012 vg mL–1, Addgene) en el LS de machos Nt- de 4 semanas de edad. Cre ratones. De 5 a 8 semanas después de la inyección, se prepararon cortes coronales de cerebro de NAc/AHN como se describe anteriormente y las neuronas de NAc/AHN se registraron en modo de fijación de voltaje usando una solución interna que contenía (en mM): 120 Cs-metanosulfonato, 10 HEPES, 10 Na-fosfocreatina, 8 NaCl, 5 TEA-Cl, 4 Mg-ATP, 1 QX-314, 0,5 EGTA y 0,4 Na-GTP. Los terminales NTLS se estimularon a través del objetivo del microscopio x40 (15 Hz, 5 ms por pulso, 470 nm; n.º pE-300ultra, CoolLed). o Las IPSC se registraron a 0 mV en presencia de tetrodotoxina (TTX, 1 μM, Tocris) para investigar los efectos monosinápticos. o Las IPSC se bloquearon mediante la aplicación de un baño de gabazina (n.º SR-95531, 10 μM, Tocris), lo que confirma la naturaleza GABAérgica del contacto sináptico. Las grabaciones de células completas se realizaron utilizando un amplificador de pinza de parche (Axoclamp 200B, Molecular Devices) conectado a un sistema de adquisición Digidata 1550 LowNoise (Molecular Devices). Las señales se filtraron en paso bajo (Bessel, 2 kHz) y se recopilaron a 10 kHz usando el software de adquisición de datos pClamp 11 (Molecular Devices). Los registros electrofisiológicos se extrajeron y analizaron utilizando Clampfit (Molecular Devices). Todos los grupos fueron contrapesados ​​por días después de la derrota. Todas las grabaciones se realizaron a ciegas de las condiciones experimentales.

La fotometría de fibra se realizó de acuerdo con el manual de Neurofotometría y los protocolos publicados59. Un latiguillo de fibra óptica (n.º MFP_200/240/900-0.48_3m_FC-MF1.25, Doric Lenses) se unió a la cánula implantada con fundas de zirconia cúbica cubiertas con un tubo contraíble de color oscuro. El otro extremo del cable de fibra óptica se acopló a un puerto LED de neurofotometría. El programa Bonsai de código abierto se utilizó para controlar el sistema; Se utilizaron luces LED de 470 y 415 nm para la medición de la señal y la autofluorescencia de GCaMP6s. La luz en la punta de la fibra osciló entre 40 y 80 μW y fue constante en todas las pruebas durante los días de prueba. La grabación simultánea de 40 fps de los canales de 470 y 415 nm se logró fase a fase y se visualizó a través de Bonsai. Tres semanas después de la inyección del virus y la implantación de la férula, cuando los ratones tenían alrededor de 8 semanas de edad, se sometieron a CSDS y SI; luego se habituaron al latiguillo durante 2 días y se registró la fluorescencia de Ca2+ durante la prueba de RI, la sesión de acondicionamiento social de CPP, el estrés y las pruebas de recompensa alimentaria. Una vez conectados al aparato, se permitió que los ratones descansaran y se habituaran durante 3 a 5 minutos antes de comenzar. Para la prueba de RI, registramos la fluorescencia de Ca2+ durante 2 min de actividad inicial sin un intruso, seguida de 5 min de exposición al intruso. La recompensa de comida se realizó en un campo abierto y se colocaron tazas de mantequilla de maní en la arena cerca de las esquinas. Todos los eventos de mordedura de alimentos se calificaron manualmente. Se utilizó la codificación personalizada de MATLAB para el análisis de la señal. El canal de 415 nm sirvió como canal de control y se sustrajo del canal GCaMP6s para eliminar los efectos de autofluorescencia, blanqueamiento y movimiento. El cambio de fluorescencia (ΔF/F) se calculó como el porcentaje de la señal de fluorescencia media de la señal de GCaMP6s. En general, estos artefactos de movimiento tuvieron muy poco efecto sobre la señal general de GCaMP6s. Los datos de comportamiento se alinearon con los datos de grabación de fluorescencia al dividir los cuadros de video de comportamiento con cuadros de señal GCaMP6s. Para el análisis de la actividad de LS GCaMP6s durante comportamientos discretos en la prueba RI, se compararon ΔF/F promedio (%) en los 2 s antes y después de un evento discreto (investigación social pasiva). Se determinó que se produciría una investigación social pasiva en el momento del acercamiento social pasivo iniciado por el intruso.

Todos los detalles estadísticos se pueden encontrar en las leyendas de las figuras, incluido el tipo de análisis estadístico utilizado, los valores de P, n, lo que representa n, los grados de libertad y los valores de t o F. Todas las pruebas t, ANOVA unidireccional y ANOVA bidireccional repetido se realizaron utilizando el software GraphPad Prism (GraphPad Software Inc.). El análisis ANOVA de una vía fue seguido por la prueba de comparaciones múltiples de Tukey, y el análisis ANOVA de medidas repetidas de dos vías fue seguido por la prueba de comparaciones múltiples de Šídák. Las diferencias estadísticamente significativas se indican en cada figura (*P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001). Para obtener valores de P detallados, consulte Datos de origen. Los análisis de la tinción de Fos, los datos de ISH y los videos de comportamiento durante la prueba de RI se realizaron sin conocer las condiciones experimentales. Los tamaños de muestra se eligieron de acuerdo con experimentos previos. Para las tablas de datos extendidos y la tabla complementaria, los valores de P se corrigieron para comparaciones múltiples utilizando el procedimiento de Benjamini-Hochberg para reducir la tasa de descubrimiento falso. Los valores Q inferiores a 0,05 se consideraron significativos para todas las tablas de datos ampliados.

La figura 2c y la figura de datos extendida 3i se repitieron en tres cohortes separadas por sexo, y todas mostraron resultados similares. La Figura 5a,b (derecha) se repitió en tres cohortes masculinas separadas (n = 6) y en una cohorte femenina (n = 2), y todas mostraron resultados similares. Datos extendidos La Fig. 3j se repitió dos veces en ambos sexos y ambos mostraron resultados similares. Datos extendidos La Fig. 6a se repitió en cuatro cohortes separadas en ambos sexos, y todos mostraron resultados similares. Datos extendidos Figs. 8a, d (derecha) y 10e se repitieron dos veces solo en hombres, y ambas cohortes mostraron resultados similares. Datos extendidos La figura 8b se repitió tres veces y todas mostraron resultados similares.

Los esquemas de cortes de cerebro en las Figs. 2g,i,j, 3a, 4a y 5a,b y datos extendidos Figs. 4d,f,g, 7c, 8a,b,d y 10d fueron adaptados de Allen Brain Atlas Reference usando Adobe Illustrator.

Más información sobre el diseño de la investigación está disponible en el Resumen de informes de Nature Portfolio vinculado a este artículo.

Todos los datos brutos de comportamiento animal, ISH e IHC están disponibles como archivos de datos de origen. La base de datos Allen Brain Atlas ISH se utilizó para buscar posibles marcadores moleculares en LS.

Todo el código de MATLAB para el análisis de imágenes de Ca2+ y el código de Python para el análisis de iDISCO+ se pueden obtener de github (https://github.com/nyclong/2021-07-11642-Nature.git).

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Descargar referencias

Agradecemos a A. Smith por su ayuda con el protocolo iDISCO+ y el análisis ClearMap, a M. Flanigan por sus consejos sobre la validación de la prueba sCPP, a N. Tzavaras, K. Cialowicz y G. Doherty de Mount Sinai Microscopy CoRE por su ayuda con las imágenes de hojas de luz y N. Roma y S. Gaydos por su ayuda con el corte de cerebro. Esta investigación fue apoyada por los Institutos Nacionales de Salud de EE. UU. R01MH114882, R01MH127820, R01MH104559, R01MH120514 y R01MH120637 (SJR), Brain & Behavior Research Foundation (n.º 30233 para LL, n.º 29104 para FC y n.º 29699 para CM), Institutos Canadienses de Investigación en Salud (n.º 201811MFE-414) 896- 231226 a KLC) y NIH Virus Center (subvención n.º P40 OD010996).

Departamento de Neurociencia de la Familia Nash, Escuela de Medicina Icahn en Mount Sinai, Nueva York, NY, EE. UU.

[ PubMed ] Long Li, Romain Durand-de Cuttoli, Antonio V. Aubry, C. Joseph Burnett, Flurin Cathomas, Lyonna F. Parise, Kenny L. Chan, Yusuke Shimo y Scott J. Russo

Friedman Brain Institute, Icahn School of Medicine at Mount Sinai, Nueva York, NY, EE. UU.

[ PubMed ] Long Li, Romain Durand-de Cuttoli, Antonio V. Aubry, C. Joseph Burnett, Flurin Cathomas, Lyonna F. Parise, Kenny L. Chan, Carole Morel, Chongzhen Yuan, Yusuke Shimo, Hsiao-yun Lin, junio Wang y Scott J. Russo

Departamento de Ciencias Farmacológicas, Escuela de Medicina Icahn en Mount Sinai, Nueva York, NY, EE. UU.

carole morel

Departamento de Neurología, Escuela de Medicina Icahn en Mount Sinai, Nueva York, NY, EE. UU.

Chongzhen Yuan, Hsiao-yun Lin y Jun Wang

James J Peters VA Medical Center, Investigación y Desarrollo, Nueva York, NY, EE. UU.

Chongzhen Yuan, Hsiao-yun Lin y Jun Wang

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LL y SJR concibieron el proyecto. Las cirugías fueron realizadas por LL, LFP, CM y RDC. La preparación de tejidos fue realizada por LL, CJB, FC, LFP, KLC, YS y H.-YL. LL Los experimentos de comportamiento fueron realizados por LL y CY Los experimentos de electrofisiología fueron realizados por RDC iDISCO+ Los procedimientos fueron realizados por LL iDISCO+ Los datos fueron analizados por AVAJW proporcionó información intelectual y editó el manuscrito. Los resultados fueron analizados e interpretados por LL, RDC, AVA y SJR El manuscrito fue escrito por LL, RDC, AVA y SJR y editado por todos los autores.

Correspondencia a Scott J. Russo.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Nature agradece a Dayu Lin, Moriel Zelikowsky y a los demás revisores anónimos por su contribución a la revisión por pares de este trabajo. Los informes de los revisores están disponibles.

Nota del editor Springer Nature se mantiene neutral con respecto a los reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

a—f, los ratones SUS muestran una relación de esquina más alta (ANOVA unidireccional, hembra, F (2, 31) = 29,62, P < 0,0001, n = 10 (CTRL), 12 (RES), 12 (SUS) (a) , hombres, F (2, 46) = 17.58, P < 0.0001, n = 10 (CTRL), 13 (RES), 26 (SUS) (d)), sin mostrar déficit de actividad locomotora (ANOVA de una vía, mujeres , F (2, 31) = 0.8416, P = 0.4406 (b), hombres, F (2, 46) = 0.8416, P = 0.4376, (e)) durante la prueba SI y mostrando una latencia más larga al primer encuentro social (One- Way ANOVA, mujeres, F (2, 31) = 8.399, P = 0.0012, (c), hombres, F (2, 46) = 16.63, P < 0.0001, (f)) durante la prueba RI. g—l, correlación entre la razón SI y el tiempo de investigación social (mujer, R2 = 0,1728, P = 0,0145 (g), hombre, R2 = 0,1958, P = 0,0015 (j)), evitación social (mujer, R2 = 0,3399, P = 0,0003 (h), hombre, R2 = 0,1847, P = 0,0021 (k)) y latencia al primer encuentro social (mujer, R2 = 0,1464, P = 0,0255 (i), hombre, R2 = 0,1366, P = 0,0090 (l )). m—r, correlación entre la puntuación CPP y el tiempo de investigación social (mujer, R2 = 0,2818, P = 0,0012 (m), hombre, R2 = 0,1533, P = 0,0054 (p)), evitación social (mujer, R2 = 0,1995, P = 0,0081 (n), hombre, R2 = 0,0911, P = 0,0351 (q)) y latencia al primer encuentro social (mujer, R2 = 0,3065, P = 0,0007 (o), hombre, R2 = 0,0318, P = 0,2200 (r )). s, La puntuación de CPP restada de las diferentes etapas del ciclo estral femenino muestra que la etapa del ciclo no tiene efecto en la formación de CPP social (ANOVA de una vía, F (3, 20) = 0.5148, P = 0.6768, n = 4 (Proestrus), 6 (estro), 4 (metestro), 10 (diestro)). t, puntuación de CPP restada de diferentes objetivos sociales para CPP social femenino. u, Distribución de diferentes parámetros de comportamiento de los animales CTRL, RES, SUS. ns, no significativo. * P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. Todos los datos se expresan como media ± sem

Datos fuente

a, Diagrama esquemático de la prueba de reconocimiento de objetos novedosos (NOR) y la prueba de ubicación novedosa (NLT). b, tiempo de investigación de objetos novedosos (ANOVA unidireccional, F (2, 29) = 3,041, P = 0,0633, n = 10 (CTRL), 9 (RES), 13 (SUS)) y c, tiempo de investigación de ubicaciones novedosas ( ANOVA de una vía F (2, 29) = 0,5601, P = 0,5772). d, Diagrama esquemático del orden de prueba de comportamiento inverso. e, puntuación de CPP sustraída (ANOVA de una vía, F (2, 22) = 3,984, P = 0,0334), tiempo de investigación social (F (2, 22) = 8,267, P = 0,0021), evitación social (F (2, 22) 22) = 9.919, P = 0.0008) y relación SI (F (2, 22) = 18.32, P < 0.0001, n = 8 (CTRL), 7 (RES), 9 (SUS). f, g, Parámetros de comportamiento social después de agrupar por puntaje CPP, (f) mujeres, relación SI (prueba t de dos colas, t = 1.660, df = 32, P = 0.1067), tiempo de investigación social (t = 3.788, df = 32, P = 0.0006) , evitación social (t = 3,001, df = 32, P = 0,0052), latencia (t = 3,204, df = 32, P = 0,0031), n ​​= 11 (CPP-), 23 (CPP+). (g) hombres, Relación SI (prueba t de dos colas, t = 2,298, df = 47, P = 0,0261), tiempo de investigación social (t = 2,868, df = 47, P = 0,0062), evitación social (t = 2,545, df = 47 , P = 0,0143), latencia (t = 1,438, df = 47, P = 0,1570), n = 21 (CPP-), 28 (CPP+), ns, no significativo, * P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001, **** P < 0,0001 Todos los datos se expresan como media ± sem

Datos fuente

a—d, relación SI de los grupos iDISCO+ femeninos (ANOVA unidireccional, F (2, 27) = 22,25, P < 0,0001, n = 8 (CTRL), 11 (RES), 11 (SUS)) (a), tiempo de investigación social (ANOVA de una vía, F (2, 27) = 20,24, P < 0,0001) (b), evitación social (ANOVA de una vía, F (2, 27) = 7,747, P = 0,0022) (c) y latencia al primer encuentro social (ANOVA de una vía, F (2, 27) = 6,075, P = 0,0066) (d). e—h, relación SI de los grupos iDISCO+ masculinos (ANOVA de una vía, F (2, 25) = 13,85, P < 0,0001, n = 9 (CTRL), 11 (RES), 8 (SUS)) (e), tiempo de investigación social (ANOVA de una vía, F (2, 25) = 14,07, P < 0,0001) (f), evitación social (ANOVA de una vía, F (2, 25) = 38,76, P < 0,0001) (g) y latencia al primer encuentro social (ANOVA de una vía, F (2, 25) = 7,370, P = 0,0030) (h). i, la verificación de detección de ClearMap cFos muestra una anotación (puntos verdes) que coincide con la señal de cFos (núcleos rojos). j, Verificación de tinción cFos de corte de cerebro en hombres que muestra que la mayoría de las células cFos+ están en la parte lateral del tabique lateral. k, estadísticas de LS cFos durante la prueba RI después de CSDS en hombres (prueba t de dos colas no pareada, CTRL, t4 = 1,434, P = 0,2248, n = 3 por grupo, RES, t4 = 1,957, P = 0,1219, n = 3 por grupo, SUS, t9 = 4,429, P = 0,0016, n = 5 (objeto), 6 (intruso)). ns, no significativo, * P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. Todos los datos se expresan como media ± sem Barra de escala, 100 μm.

Datos fuente

a, Proporción de Nt+cFos+/Nt+ (492 de 520 neuronas) y Nt+cFos+/cFos+ (492 de 496 neuronas) en LS de ratones SUS. b, c, Multiplex ISH muestra la colocalización de Nt y Gad2 en LS anterior, medio y posterior (b) muestra que la mayoría de las neuronas de neurotensina son neuronas GABAérgicas (c). (n = 3 rebanadas por ratón, n = 3 ratones por grupo, barra de escala, 100 μm). d, e, Multiplex ISH muestra la colocalización de Nt y Crhr2 en LS (d) muestra que las neuronas Nt y las neuronas Crhr2 se superponen en gran medida en las partes anterior y media del LS, pero muestran una colocalización muy baja en la parte posterior del LS (e). (n = 3 rebanadas por ratón, n = 3 ratones por grupo, barra de escala, 100 μm). f, g, Multiplex ISH muestra que Nt y Drd3 no se superponen en el LS (n = 3 cortes por ratón, n = 3 ratones por grupo, barra de escala, 50 μm). h, i, Multiplex ISH muestra Nt y Oxtr mostrando una superposición muy baja en el LS (n = 3 cortes por ratón, n = 3 ratones por grupo, barra de escala, 50 μm). j, Imágenes confocales de la expresión de Sst y cFos en ratones CTRL, RES y SUS después de la prueba RI. k, comparación de neuronas Sst+ cFos+ entre los tres grupos (ANOVA unidireccional, F (2, 9) = 4,780, P = 0,0385, n = 4 por grupo, barra de escala, 100 μm). l, Comparación de neuronas Nt− cFos+ entre ratones hembra CTRL, RES y SUS (ANOVA unidireccional, F (2, 6) = 0,2755, P = 0,7683, n = 3 por grupo) y machos (F (2, 10) = 4,980, P = 0,0316, n = 3–6). ns, no significativo, * P < 0,05. Todos los datos se expresan como media ± sem

Datos fuente

a, Caracterización de los parámetros electrofisiológicos ex vivo medidos en neuronas NTLS después de CSDS en ratones SUS y RES. De izquierda a derecha: gráfico de barras del potencial de membrana en reposo promedio por neurona (SUS medio = −67,49 mV +/− 0,975 mV, n = 55 con 4–8 neuronas/ratón; RES medio = −61,62 mV +/− 1,73 mV, n = 19 con 4–7 neuronas/ratón; prueba t de Welch de dos colas, P = 0,0059). Sin diferencia en el umbral del potencial de acción (prueba de Welch de dos colas, P = 0,3037), amplitud (prueba de Welch de dos colas, P = 0,6661), duración de la mitad del ancho (prueba de Welch de dos colas, P = 0,3757) o rápido después de la hiperpolarización (fAHP) amplitud (prueba de Welch de dos colas, P = 0,7154). b, Relación de interacción social de la cohorte de fotometría de fibra después de CSDS en mujeres (ANOVA de una vía, F (2, 11) = 5.629, P = 0.0207, n = 4 (CTRL), 5 (RES), 5 (SUS)) y machos (ANOVA de una vía, F (2, 14) = 12,93, P = 0,0007, n = 7 (CTRL), 5 (RES), 5 (SUS (5)). c, actividad de Ca2+ en neuronas NTLS durante el consumo de una taza de mantequilla de maní (izquierda). La línea discontinua en c marca el comienzo de la mordida. Comparación del cambio de Ca2+ ΔF/F antes y después de morder (derecha, prueba t pareada de dos colas, t = 1.577, df = 4, P = 0.1900 , n = 5). d, trazas de Ca2+ en cámaras de acondicionamiento emparejadas (rosa) y no emparejadas (azul). El recuadro muestra el área normalizada bajo la curva (AUC) entre sesiones de acondicionamiento emparejadas y no emparejadas (sexos combinados, prueba t de dos colas emparejada , CTRL, t = 0,1977, df = 5, P = 0,8511, RES, t = 1,049, df = 5, P = 0,3423, SUS, t = 5,453, df = 5, P = 0,0028), n = 6 por grupo) . ns, no significativo, * P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001. Todos los datos se expresan como media ± sem

Datos fuente

a, Expresión de AAV-DIO-DREADD en neuronas NTLS. b, la activación de NTLS en ratones sin estrés no cambia el comportamiento social en hembras (prueba t de dos colas no apareada, t14 = 1.044, P = 0.3141, n = 8 por grupo) o machos (prueba t de dos colas no apareada, t14 = 1,434, P = 0,3975, n = 8 por grupo). La activación de NTLS en ratones sin estrés no cambia la actividad locomotora en hembras (prueba t de dos colas no apareada, t14 = 0.3473, P = 0.7335, n = 8 por grupo) o machos (prueba t de dos colas no apareada, t14 = 1.425, P = 0.1762, n = 8 por grupo). c, la activación quimiogenética de NTLS en ratones sin estrés no cambia la preferencia social (ANOVA bidireccional de medidas repetidas, vehículo, F = (1, 16) = 7,198, P = 0,0163, n = 9, CNO, F (1, 18 ) = 6,644, P = 0,0190, n = 10). d, comparación de puntuación de CPP sustraída entre el grupo vehículo y CNO (prueba t de dos colas no pareada, t = 0,03518, df = 17, P = 0,9723, n = 10 por grupo). e, Diagrama esquemático de la prueba CVS y CPP. f, efecto de CVS en sCPP en ambos sexos (ANOVA bidireccional de medidas repetidas, mujer, CTRL, F (1, 22) = 4,824, P = 0,0389, n = 12, CVS, F (1, 22) = 5,172, P = 0,0331, n = 12; masculino, CTRL, F (1, 22) = 5,042, P = 0,0351, n = 12; CVS, F (1, 22) = 3,900, P = 0,0610, n = 12). g, diagrama esquemático de inyección de virus y manipulación optogenética de neuronas NTLS durante la prueba RTPP. h, la activación de la neurona NTLS no altera la preferencia de lugar en tiempo real en mujeres sin estrés (prueba t de dos colas pareada, ChR2, t11 = 0,06179, P = 0,9518, n = 12, EYFP, t15 = 0,01923, P = 0,9849 , n = 16) o varones (prueba t de dos colas pareada, ChR2, t8 = 0,3855, P = 0,7099, n = 9; EYFP, t8 = 0,6333, P = 0,5442, n = 9). ns, no significativo. * P < 0,05. Todos los datos se expresan como media ± sem Barra de escala, 100 μm. BioRender se utilizó para generar figuras esquemáticas en c,e,g.

Datos fuente

a, Diagrama esquemático del estrés por inmovilización crónica y la prueba RI. b, Comparación de la latencia con la primera investigación (prueba t de dos colas no pareada, t = 3,142, df = 18, P = 0,0056) y número de sesiones de investigación (t = 5,259, df = 18, P < 0,0001) con una nuevo tubo de sujeción, o retiro del tubo (t = 5,229, df = 18, P < 0,0001), n ​​= 10, entre control (CTRL) y animales estresados ​​por sujeción crónica (CRS). c, Diagrama esquemático de CRS con manipulación DREADD durante la prueba RI. d, Latencia (prueba t de dos colas pareada, t = 2,065, df = 8, P = 0,0728) y número de rondas de investigación (t = 2,619, df = 8, P = 0,0307) con un tubo de sujeción novedoso, o retiro del tubo (t = 1.988, df = 8, P = 0.0820), n = 9. e, Diagrama esquemático del estrés de restricción crónico con ropa de cama juvenil/olor (CRSO) y prueba RI. f, Latencia (prueba t de dos colas no pareada, t = 0,5452, df = 18, P = 0,5923) y número de rondas de investigación (t = 0,3971, df = 18, P = 0,6960) con un tubo de restricción novedoso o retirada del tubo (t = 0.000, df = 18, P > 0.9999), n = 10. g, la activación de NTLS en ratones macho sin estrés conduce a un comportamiento similar a la ansiedad más alto en el laberinto en cruz elevado (no emparejado de dos colas t- prueba, t14 = 2.824, P = 0.0135, n = 8 por grupo). h, la activación o inhibición de NTLS en ratones macho sin estrés modulan el comportamiento de enterrar canicas (prueba t pareada de dos colas, hM3Dq, t7 = 4,631, P = 0,0024, n = 8; hM4Di, t7 = 4,020, P = 0,0051, n = 8). i, la activación o inhibición de NTLS en ratones macho sin estrés conduce a niveles de ansiedad más altos o más bajos, respectivamente, en la prueba de campo abierto (prueba t de dos colas no pareada, hM3Dq, t14 = 2.189, P = 0.0461, n = 8 por grupo; hM4Di, t14 = 1,424, P = 0,1762, n = 8 por grupo). j, sin cambios locomotores (prueba t de dos colas no pareada, hM3Dq, t14 = 1,641, P = 0,1230; hM4Di, t14 = 1,566, P = 0,1398). ns, no significativo. * P < 0,05, ** P < 0,01, **** P < 0,0001. Todos los datos se expresan como media ± sem BioRender se utilizó para generar figuras esquemáticas en a,c,e,i.

Datos fuente

a, Diagrama esquemático de la inyección del virus H129ΔTK-TT. 48 h después de la inyección, no había neuronas tdTomato+ en las regiones aguas abajo de las neuronas NTLS. b, la verificación de seguimiento retrógrada AAV-DIO-EGFP/tdTomato muestra conexiones monosinápticas NTLS→NAc, NTLS→AHN, NTLS→PAG. c, Análisis de colocalización para la superposición de neuronas de proyección NTLS a NAc/AHN/PAG. d, seguimiento de la subunidad b de la toxina del cólera (CTB) para proyecciones NTLS→NAc, NTLS→AHN y NTLS→PAG. Imagen representativa de LS (panel central) con puntas de flecha amarillas que indican neuronas que se proyectan hacia NAc y AHN. Las puntas de flecha blancas indican neuronas que se proyectan tanto a PAG como a AHN. e, Número de proyecciones que muestran la colocación de marcadores CTB de tres regiones aguas abajo (3 cortes por región cerebral por ratón, n = 3 ratones). Todos los datos se expresan como media ± sem Barra de escala, 100 μm.

a, Esquema de la focalización de NTLS con NpHR y manipulación durante las pruebas de comportamiento social. b-e, inhibición terminal del axón NpHR en NAc (b, c) y AHN (d, e) tiempo de investigación social rescatado y evitación social parcialmente rescatada en ambas hembras (b, investigación social, F (1, 14) = 3.484, P = 0,0831, n = 8 por grupo, evitación social, F (1, 14) = 1,180, P = 0,2956, n = 8 por grupo, d, investigación social, F (1, 14) = 4,982, P = 0,0425, n = 8 por grupo; evitación social, F (1, 14) = 2,266, P = 0,1545, n = 8 por grupo) y varones (c, investigación social, F (1, 14) = 0,2046, P = 0,6580, n = 8 por grupo, evitación social, F (1, 14) = 1,214, P = 0,2891, n = 8 por grupo, e, investigación social, F (1, 14) = 4,597, P = 0,0501, n = 8 por grupo ; evitación social, F (1, 14) = 5,359, P = 0,0363, n = 8 por grupo). fm, Manipulación optogenética de los circuitos NTLS→NAc y NTLS→AHN durante el condicionamiento social CPP en ambos sexos. f, la activación de NTLS→NAc con ChR2 bloqueó la recompensa social en mujeres RES (EYFP, F (1, 12) = 2,362, P = 0,1502, n = 7, ChR2, F (1, 14) = 0,5543, P = 0,4689, n = 8) g, la inhibición de NTLS→NAc con NpHR rescató los déficits de recompensa social en mujeres SUS (EYFP, F (1, 14) = 0,5105, P = 0,4867, NpHR, F (1, 14) = 4,183, P = 0,0601 , n = 8 por grupo). h, Activación de NTLS→AHN con ChR2 bloqueó la recompensa social en hembras RES (EYFP, F (1, 12) = 4,289, P = 0,0606, n = 7, ChR2, F (1, 14) = 0,0001296, P = 0,9911, n = 8). i, la inhibición de NTLS→AHN con NpHR rescató los déficits de recompensa social en mujeres SUS (EYFP, F (1, 14) = 0,1068, P = 0,7487, NpHR, F (1, 14) = 4,575, P = 0,0505, n = 8 por grupo). j, la activación de NTLS→NAc con ChR2 bloqueó la recompensa social en machos RES (EYFP, F (1, 12) = 5,703, P = 0,0343, n = 7, ChR2, F (1, 14) = 0,2484, P = 0,6259, n = 8). k, la inhibición de NTLS→NAc con NpHR rescató los déficits de recompensa social en hombres del SUS (EYFP, F (1, 14) = 4,053, P = 0,0637, NpHR, F (1, 14) = 4,140, ​​P = 0,0613, n = 8 por grupo). l, Activación de NTLS→AHN con ChR2 bloqueó la recompensa social en machos RES (EYFP, F (1, 12) = 6,329, P = 0,0271, n = 7, ChR2, F (1, 14) = 0,1567, P = 0,6981, n = 8). m, la inhibición de NTLS→AHN con NpHR rescató los déficits de recompensa social en hombres del SUS (EYFP, F (1, 12) = 0,6881, P = 0,4230, NpHR, F (1, 14) = 10,02, P = 0,0069, n = 8 por grupo). Se realizó ANOVA bidireccional de medidas repetidas para cualquier comparación en esta figura: ns, no significativo. * P < 0,05, ** P < 0,01. Todos los datos se expresan como media ± sem BioRender se utilizó para generar figuras esquemáticas en a.

Datos fuente

a, b, mapeo de circuitos asistido por ChR2 de las vías NTLS→NAc y NTLS→AHN que muestra conexiones monosinápticas (con TTX), inhibitorias (basadas en Cs internas, fijadas a 0 mV) y dependientes de GABAa (SR-95531, Gabazina) en 5/8 neuronas NAc/NDB y 4/10 neuronas AHN. c, Corriente de entrada provocada por la luz en una neurona ChR2-EYFP+ Cre+ en modo de sujeción de voltaje (fijada a −70 mV) tras 1 s de iluminación con luz azul de 470 nm (izquierda) y picos inducidos por pulsos de 15 Hz (derecha). d, Diagrama esquemático de la infección y manipulación de neuronas no NTLS durante las pruebas de comportamiento social. e,f, Multiplex ISH para Nt y CreOff-ChR2-EYFP. c, Superposición de neuronas Nt+ EYFP+ entre neuronas EYFP+ (2-3 cortes por ratón, n = 5 ratones). g, Corriente de entrada provocada por la luz en neuronas ChR2-EYFP+ no Cre en modo de sujeción de voltaje (sujeto a −70 mV) tras 1 s de iluminación con luz azul (470 nm). h, efecto de la estimulación con ChR2 de neuronas que no son Nt sobre la investigación social y la evitación social durante la prueba RI (análisis de efectos mixtos ANOVA de dos vías, izquierda, F (1, 13) = 0,2137, P = 0,6516, derecha, F (1 , 13) = 0,5672, P = 0,4648, n = ChR2 (10), EYFP (5)). ns, no significativo. Todos los datos se expresan como media ± sem Barra de escala, 50 μm.

Datos fuente

Regiones que muestran una diferencia significativa entre los hombres SUS y CTRL (análisis iDISCO+).

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Li, L., Durand-de Cuttoli, R., Aubry, AV et al. El trauma social compromete el circuito del tabique lateral para ocluir la recompensa social. Naturaleza 613, 696–703 (2023). https://doi.org/10.1038/s41586-022-05484-5

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Recibido: 19 julio 2021

Aceptado: 25 de octubre de 2022

Publicado: 30 noviembre 2022

Fecha de emisión: 26 de enero de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-022-05484-5

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Boletín de Neurociencias (2023)

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